Научный журнал

Успехи современного естествознания

ISSN 1681-7494

"Перечень" ВАК

ИФ РИНЦ = 0,775

• Авторы
• Резюме
• Файлы
• Ключевые слова
• Литература

Тишевская Н.В. 1 Бабаева А.Г. 2 Геворкян Н.М. 3 Козлова Н.И. 3

---

1 ГБОУ ВПО «Южно-Уральский государственный медицинский университет» Минздрава России

2 ФГБУ «Научно-исследовательский институт морфологии человека»

3 ФГБУ «Научно-исследовательский институт биомедицинской химии имени В.Н. Ореховича»

Суммарная РНК, выделенная из лимфоцитов селезенки крыс-доноров через 96 часов после кровопотери, обладает тормозящим эритропоэз действием. Добавление 2 мкг/мл или 4 мкг/мл РНК в культуру эритробластических островков, содержащую 0,5 МЕ/мл или 1,5 МЕ/мл эритропоэтина (модели физиологического и компенсационного эритропоэза соответственно), приводит к уменьшению процесса образования эритробластических островков de novo и de repeto, снижению показателя повторного вовлечения макрофагов в эритропоэз и замедлению созревания эритробластов. Суммарная РНК лимфоцитов, выделенных из селезенки на начальном этапе торможения постгеморрагической регенерации эритроидной ткани, способствует усиленной адгезии лимфоидных клеток к эритробластическим островкам, «корона» которых представлена преимущественно созревающими эритробластами. Исследуемая суммарная РНК, возможно, способствует адгезии особой популяции лимфоидных клеток костного мозга к мембране центральных макрофагов зрелых эритробластических островков, или же под влиянием РНК, выделенной из лимфоцитов донора на стадии торможения эритропоэза, лимфоидные клетки, присоединившись к «короне» зрелых островков, начинают выделять биологически активные вещества, тормозящие процесс денуклеации оксифильных нормобластов.

Статья в формате PDF

2451 KB

лимфоциты

регенерация

морфогенетическая активность

эритропоэз

эритробластический островок

1. Бабаева А.Г., Геворкян Н.М., Зотиков Е.А. Роль лимфоцитов в оперативном изменении программы развития тканей. – Москва. Издательство РАМН, 2009.

2. Бабаева А.Г., Геворкян Н.М., Тишевская Н.В., Комарова И.А. Влияние препаратов суммарной РНК лимфоидных клеток селезенки крыс на эритропоэз in vitro. Клиническая и экспериментальная морфология. – 2014. – № 4(12). – С. 35–39.

3. Бабаева А.Г., Геворкян Н.М., Тишевская Н.В., Комарова И.А. Влияние препаратов суммарной РНК лимфоидных клеток селезенки на эритропоэз в культуре эритробластических островков крыс с полицитемией. Клиническая и экспериментальная морфология. – 2014. – № 4(12). – С. 40–43.

4. Бабаева А.Г., Геворкян Н.М., Тишевская Н.В., Головкина Л.Л., Муратова Ю.О., Рагимов А.А. О гемопоэтических свойствах рибонуклеиновой кислоты лимфоцитов периферической крови больных истинной полицитемией и здоровых доноров. Онкогематология. – 2015. – Т. 10, № 2. – С. 58–62.

5. Бабаева А.Г., Геворкян Н.М., Тишевская Н.В., Головкина Л.Л., Муратова Ю.О., Рагимов А.А. О стимулирующих эритропоэз свойствах суммарной РНК лимфоцитов периферической крови при эритремии. Клиническая и экспериментальная морфология. – 2015. – № 1(13). – С. 33–37.

6. Волчегорский И.А., Тишевская Н.В., Кузнецов Д.А. Влияние «средних молекул», выделенных из плазмы крови интактных и обожженных животных, на клеточный состав культур эритробластических островков костного мозга. Вестник Российской академии медицинских наук. – 2002. – № 2. – С. 30–36.

7. Волчегорский И.А., Тишевская Н.В., Дементьева Е.В. Антианемическое действие реамберина в остром периоде аллоксанового диабета у крыс. Экспериментальная и клиническая фармакология. – 2008. – Т. 71, № 6. – С. 23–27.

8. Геворкян Н.М., Бабаева А.Г. Вариабельность проявлений морфогенетической функции лимфоцитов в зависимости от характера и локализации повреждения органа. Вестник РАЕН. – 2012. – Т. 12, № 1. – С. 44–47.

9. Захаров Ю.М., Мельников И.Ю., Рассохин А.Г. Классификация эритробластических островков костного мозга с учетом изменения их клеточного состава. Архив анатомии, гистологии и эмбриологии. – 1990. – № 5. – С. 38–42.

10. Захаров Ю.М., Тишевская Н.В. О взаимосвязи функциональной активности макрофагов с кинетикой эритропоэза в эритробластических островках. В сб.: Вопросы экспериментальной физиологии. – Екатеринбург, 1997. – С. 95–103.

11. Захаров Ю.М., Тишевская Н.В. Культура эритробластических островков – новый инструмент для исследования эритропоэза. Вестник Уральской медицинской академической науки. – 2003. – № 1. – С. 65–68.

12. Захаров Ю.М., Тишевская Н.В. Об особенностях ассоциации клеток моноцитарной, эритроидной и гранулоцитарной линий в кроветворной ткани. Медицинский академический журнал. – 2003. – Т. 3, № 2. – С. 11–18.

13. Захаров Ю.М., Тишевская Н.В., Шевяков С.А., Макарова Н.А., Шапошник И.И. Антигипоксические и протекторные свойства эритропоэтина. Медицинская наука и образование Урала. – 2008. – Т. 9, № 2. – С. 40–43.

14. Тишевская Н.В., Шевяков С.А., Захаров Ю.М. Влияние гуморальных факторов на фагоцитарную активность центральных макрофагов в культуре эритробластических островков. Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова. – 2002. – Т. 88, № 9. – С. 1191–1198.

15. Тишевская Н.В., Шевяков С.А., Захаров Ю.М. Влияние эритропоэтина и макрофагального колониестимулирующего фактора на пролиферативную активность эритроидных клеток в культурах эритробластических островков. Медицинский академический журнал. – 2003. – Т. 3. № 3. – С. 67–72.

16. Тишевская Н.В. Влияние катехоламинов на эритропоэз в культуре эритробластических островков. Известия Челябинского научного центра УрО РАН. – 2004. – № S. – С. 97–101.

17. Тишевская Н.В., Болотов А.А., Захаров Ю.М. Математическое моделирование межклеточных взаимодействий в культуре эритробластических островков. Медицинский академический журнал. – 2005. – Т. 5. № 4. – С. 50–59.

18. Тишевская Н.В., Геворкян Н.М., Бабаева А.Г., Захаров Ю.М., Козлова Н.И., Болотов А.А. Влияние суммарной РНК лимфоидных клеток селезенки на эритропоэз при экспериментальной полицитемии. Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова. – 2015. – Т. 101. № 4. – С. 451–461.

19. Тишевской И.А., Захаров Ю.М., Тишевская Н.В. Влияние острой застойной спленомегалии на состояние эритрона у крыс. Российский физиологический журнал им. И.М. Сеченова. – 2001. – Т. 87. № 3. – С. 353–359.

Известно, что в ходе реализации своей морфогенетической функции Т-лимфоциты информируют организм реципиента не только о необходимости запуска программы пролиферации ткани, но и обо всех особенностях этого процесса, обусловленных исходным сигналом к регенерации, причем лимфоидные клетки способны переносить реципиентам информацию о стадии регенерационного ответа, развивающегося в организме донора [1, 8]. Ранее нами было установлено, что суммарная РНК лимфоидных клеток обладает модулирующим эритропоэз действием в норме и при экспериментальной полицитемии [2, 3, 18], а суммарная РНК лимфоцитов пациентов с истинной полицитемией стимулирует пролиферацию и дифференцировку эритроидных клеток в культуре и в костном мозге крыс с бензольной анемией [4, 5]. Целью настоящего исследования явилось изучение эффекта суммарной РНК лимфоцитов, выделенных из организма животного в период начала торможения постгеморрагической пролиферации эритроидной ткани, на физиологический и компенсационный эритропоэз в культуре эритробластических островков (ЭО) костного мозга.

Материалы и методы исследования

Эксперименты были проведены в соответствии c Национальным стандартом Российской Федерации «Принципы надлежащей лабораторной практики», утвержденным и введенным в действие Приказом Ростехрегулирования № 544-ст от 02.12.2009. Все манипуляции с животными производили под эфирным наркозом, эвтаназию грызунов осуществляли путем цервикальной дислокации, также проводимой под эфирным наркозом. 5 здоровым крысам-самцам массой 200–260 граммов было произведено кровопускание в объеме 2 % от массы тела. Через 96 часов после кровопотери эти животные были выведены из эксперимента. Лимфоидные клетки из их селезенок выделяли путем суспендирования ткани в стеклянном гомогенизаторе, после чего взвесь фильтровали через капроновый фильтр и трижды отмывали суспензию клеток 0,9 % раствором NaCl. Суммарную РНК, выделенную из лимфоцитов методом гуанидин тиоцианат – фенол – хлороформной экстракции по Хомчинскому, добавляли в чашки Петри непосредственно перед началом культивирования в концентрации 2 или 4 мкг/мл культуральной среды.

У 10 интактных крыс из костного мозга бедренных костей выделяли ЭО и культивировали их 24 часа в газопроточном мультигазовом инкубаторе [11]. Для моделирования физиологического эритропоэза в каждую чашку Петри добавляли по 0,5 МЕ/мл рекомбинантного эритропоэтина (ЭПО) человека «Рекормон» («Boehringer Mannheim GmbH», Германия), для моделирования компенсационного эритропоэза – по 1,5 МЕ/мл ЭПО [17]. Культивирование производилось при температуре 37 °С, относительной влажности 95 % и содержании СО2 4,5 %. Всего в работе было проанализировано 30 культур ЭО.

В полученных препаратах определяли общее количество ЭО на 1 см2 поверхности культурального сосуда и распределение их по классам зрелости [9,10]. «Корона» ЭО 1-го класса (ЭО1) была представлена проэритробластами и базофильными эритробластами с числом клеток от 2 до 8; «корона» ЭО 2-го класса (ЭО2) – базофильными и полихроматофильными эритробластами с числом клеток от 9 до 16; ЭО 3-го класса (ЭО3) содержали от 17 до 32 полихроматофильных и оксифильных эритробластов; «корона» инволюцирующих островков (ЭОинв) состояла из полихроматофильных, оксифильных эритробластов и ретикулоцитов с числом ядросодержащих клеток менее 16. Реконструирующиеся островки (ЭОрек) имели в своей «короне» как зрелые клетки (оксифильные эритробласты и ретикулоциты), так и молодые проэритробласты и/или базофильные эритробласты. Для оценки темпа развития ЭО в культуре использовались расчетные показатели интенсивности вовлечения КОЕэ в дифференцировку (ЭО1 + ЭОрек), созревания эритробластов (ЭО3 + ЭОинв / ЭО1 + ЭО2 + ЭОрек) и повторного вовлечения макрофагов в эритропоэз (ЭОрек / ЭОинв). Кроме того, отдельно подсчитывали ЭО каждого класса зрелости, контактирующие с лимфоидными клетками.

Полученные результаты обрабатывались методами описательной статистики с расчетом средних значений, ошибки среднего, доверительных интервалов, стандартного отклонения. Сравнения групп проводились методами непараметрической статистики с использованием критериев Манна-Уитни и хи-квадрат.

Результаты исследования и их обсуждение

Присутствие препарата РНК лимфоцитов селезенки анемизированных животных в культуральной среде как в концентрации 2 мкг/мл, так и в количестве 4 мкг/мл приводило к нарушению физиологического темпа развития эритроидных клеток в ЭО (табл. 1). При анализе показателей развития ЭО в культуре было выявлено, что торможение эритропоэза развивается в результате подавления процесса присоединения КОЕэ к мембране центральных макрофагов и снижения темпа вовлечения свободных макрофагов в эритропоэз. Кроме того, о замедлении процесса дифференцировки и созревания эритроидных клеток свидетельствовало увеличение показателя созревания эритробластов, что, вероятно, было обусловлено замедлением процесса денуклеации оксифильных нормобластов в ЭО3 и ЭОинв, а также задержкой выхода ретикулоцитов из их «короны». Подобное явление торможения созревания эритроидных клеток в ЭО костного мозга было отмечено ранее при экспериментальной спленомегалии [19].

В модели компенсационного эритропоэза при добавлении исследуемой суммарной РНК лимфоцитов наблюдалась такая же картина угнетения формирования ЭО: через 24 часа культивирования снижалось число вновь образованных островков, замедлялся процесс вовлечения новых макрофагов в эритропоэз и увеличивалась продолжительность созревания эритробластов (табл. 2).

Известно, что интенсивность эритропоэза in vitro прежде всего зависит от дозы внесенного в культуру ЭПО, что было показано в работах по изучению динамики развития эритроидных клеток [13]. Однако супрессорное действие суммарной РНК, выделенной из лимфоцитов на этапе начала торможения эритропоэза в организме доноров, было отчетливо выражено даже в тех культурах ЭО, в которых равновесие между стимулирующими и угнетающими эритроидный росток факторами было смещено в сторону активации (модель компенсационного эритропоза). При микроскопии препаратов культур ЭО, содержащих 1,5 МЕ/мл ЭПО, мы обратили внимание на необычайно частую встречаемость лимфоидных клеток в «короне» островков 3-го класса зрелости (табл. 3).

Таблица 1

Влияние суммарной РНК лимфоцитов селезенки анемизированных животных на развитие ЭО в модели физиологического эритропоэза

Примечание. * – достоверность различий между контрольными и опытными показателями (p < 0,05).

Таблица 2

Влияние суммарной РНК лимфоцитов селезенки анемизированных животных на развитие ЭО в модели компенсационного эритропоэза

Примечание. * – достоверность различий между контрольными и опытными показателями (p < 0,05).

Таблица 3

Влияние суммарной РНК лимфоцитов анемизированных животных на процентное содержание ЭО с лимфоидными клетками в «короне»

Примечание. * – достоверность различий между контрольными и опытными показателями (p < 0,05).

Ранее подобные подсчеты проводились нами при изучении влияния разных доз эритропоэтина на интенсивность эритропоэза in vitro, и было установлено, что наибольшее число контактов с лимфоидными клетками имеют островки с активно пролиферирующими клетками в «короне» – ЭО 1-го класса и реконструирующиеся ЭО [7, 12, 14, 16]. Однако при добавлении в культуральную среду исследуемой РНК наиболее часто с лимфоидными клетками стали контактировать ЭО 3-го класса зрелости, в которых одновременно наблюдалось замедление созревания оксифильных нормобластов. Исходя из полученных данных, можно предположить, что к 96-му часу после кровопотери, при запуске программы торможения репаративной регенерации красного ростка кроветворения, суммарная РНК лимфоцитов способствует адгезии особой популяции лимфоидных клеток костного мозга к мембране центральных макрофагов зрелых ЭО, или же под влиянием РНК, выделенной из лимфоцитов донора на стадии торможения эритропоэза, лимфоидные клетки, присоединившись к «короне» зрелых островков, начинают выделять биологически активные вещества, тормозящие процесс денуклеации оксифильных нормобластов. Это, в свою очередь, приводит к уменьшению количества ретикулоцитов, открепляющихся от «короны» ЭО и выходящих в культуральную среду (а в живом организме – в сосудистое русло). Подобный феномен привлечения лимфоидных клеток в процессы дифференцировки и созревания эритробластов был отмечен при изучении механизмов действия различных тормозящих эритропоэз соединений – молекул средней массы, выделенных из крови обожженных животных, и макрофагального колониестимулирующего фактора [6, 15].

Выводы

1. Суммарная РНК, выделенная из лимфоцитов селезенки доноров через 96 часов после кровопотери, тормозит эритропоэз in vitro.

2. Супрессорное действие исследуемой суммарной РНК проявляется и при физиологическом темпе развития эритроидных клеток, и в модели компенсационного эритропоэза, несмотря на повышенное в последнем случае содержание эритропоэтина в культуральной среде.

3. Под влиянием суммарной РНК, выделенной из лимфоцитов селезенки на начальной стадии торможения постгеморрагической регенерации эритроидной ткани, увеличивается адгезия лимфоидных клеток к ЭО, содержащим в «короне» созревающие эритробласты.

Работа выполнена в рамках Программы фундаментальных научных исследований государственных академий наук на 2013–2020 годы по теме «Создание клеточных моделей молекулярных процессов в органах и тканях» (НИИ биомедицинской химии им. В.Н. Ореховича) и комплексной темы НИР «Регуляция кроветворной и некроветворной функций клеток костного мозга в эксперименте и клинике», №01201354257 (Южно-Уральский государственный медицинский университет).

Библиографическая ссылка